in vitro для картофеля

In vitro для картофеля

Ключевые слова: картофель, коллекция in vitro, микроклональное размножение, криоконсервация гермоплазмы.

ВВЕДЕНИЕ

В настоящее время генофонд картофеля в Республике Казахстан насчитывает 1450 образцов мировой коллекции из 32 стран мира и включает образцы диких и культурных видов картофеля, межвидовых гибридов, а также отечественных и зарубежных сортов. Основным держателем республиканского генофонда является Казахский научно-исследовательский институт картофелеводства и овощеводства Министерства сельского хозяйства Республики Казахстан (КазНИИКО) [1]. Прироста коллекционных образцов удалось достигнуть в основном за последние 5-7 лет, преимущественно за счет поступления из зарубежных генбанков по линии международного обмена. К сожалению, многие стародавние сорта были безвозвратно утеряны по различным причинам, в основном из-за нехватки финансовых средств на ежегодный пересев большого количества образцов и их охрану в полевых условиях. Следует учесть, что поддержание живых коллекций, которые обычно размещают в поле, не только трудоемкий процесс, но и не очень надежный, так как не исключает потери образцов вследствие неблагоприятных условий среды, болезней, вредителей, нарушения агротехники и других факторов. Такие потери не только обедняют коллекцию исходного материала, но и сводят на нет многолетний труд селекционеров, вложенный в каждый входящий в нее сорт или перспективный гибрид.

Разработка биотехнологии криоконсервации и создание криобанка гермоплазмы картофеля в Казахстане будут способствовать надежному сохранению сортового и видового разнообразия, повышению на этой основе эффективности селекционных работ, получению освобожденного от фитопатогенов суперэлитного посадочного материала, развитию семеноводства на безвирусной основе и международного обмена генетическими ресурсами.

Цель настоящей работы состояла в оптимизации режимов стерилизации растительного материала и состава питательных сред для введения в культуру in vitro образцов картофеля и создание коллекции асептических растений отечественных и зарубежных сортов и гибридов картофеля как исходного материала для криоконсервации.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Материалом для исследования служили 20сортов и 8 гибридов картофеля (Solanumtuberosun L.) казахстанской селекции: сорта Аксор, Арал, Астана, Аул, Жанайсан, Жолбарыс, Жуалы, Максим, Нартау, Никитка, Нэрли, София, Союз, Тамыр, Танда, Текес, Тениз, Удовицкий, Улан, Шагалалы; гибриды: 2-97-7, 3-98-10, 4-04-22, 9-6, 9-99-12, 12-04-01, 18-04-01, 21-09-02; а также 4 сорта зарубежной селекции: России (Удача, Хозяюшка), Украины (Украинский), Германии (Антинема). Материал для исследования любезно предоставлен академиком АСХН РК, проф. Красавиным В.Ф. из коллекции КазНИИКО.

Из 20 казахстанских сортов, используемых в экспериментах, 9 сортов: Аксор, Астана, Аул, Нэрли, Орбита, Тамыр, Тениз, Улан, Шагалалы районированы в 7 областях Казахстана (Акмолинская, Актюбинская, Алматинская, Жамбыльская, Западно-Казахстанская, Кызылординская и Павлодарская области). В 2012 году в список допущенных к использованию по регионам Республики включены дополнительно 3 сорта картофеля (Жуалы, Текес, Максим). Шесть сортов находятся на Государственном сортоиспытании: Жолбарыс, Нартау, Никитка, София, Союз, Удовицкий [12].

Проращивание клубней картофеля

Проращивание клубней и введение апексов картофеля в культуру in vitro осуществляли по методике, описанной в руководстве «PlantTissueCulture, Development, andBiotechnology» [13], с небольшими модификациями. Клубни картофеля промывали в мыльном растворе, затем проточной водопроводной водой. Стерилизовали клубни в течение 10 мин в растворе «Белизны», разбавленном дистиллированной водой в соотношении 1:1 или 1:2. Сегменты клубней выдерживали в растворе гибберелловой кислоты (ГК) в концентрации 100 мг/л в течение 1 часа для ускорения прорастания, затем помещали в заранее простерилизованный влажный перлит и проращивали в светокультуральной комнате при температуре 24±1°С, освещенности 25 µмол•м-2•с-1, 16-часовом фотопериоде.

Введение проростков клубней в культуру in vitro

Для введения в культуру in vitro использовали проростки клубней длиной 1,5-2,0 см. Проводили сравнение эффективности следующих дезинфицирующих реагентов для поверхностной стерилизации проростков: сулема в концентрации 0,1% и растворы коммерческих хлорсодержащих реагентов: «Доместос» (5% гипохлорит натрия, неионогенные ПАВ) и «Белизна» (активный хлор 2,8%, гидроксид натрия 2,0%), разбавленных дистиллированной водой в соотношении 1:1; 1:2; 1:4 и 1:8. Для введения проростков в культуру in vitro в качестве основной применяли питательную среду Мурасиге-Скуга (МС) [14] с 30 г/л сахарозы, 4 г/лагара, 1,75 г/л джелрайта, рН 5,7, и добавлением различных концентраций ГК: 0,25; 0,5; 1,0 мг/л, а также среду МС без регуляторов роста.

Проверка растений in vitro на наличие эндофитной микрофлоры

Для проверки на эндофитную микрофлору растений, введенных в культуру in vitro, использовали специализированную питательную среду Viss [15]. При первом пассировании микропобегов на свежую среду, срезали базальные части побегов, помещали в чашки Петри на среду Viss и культивировали при температуре 25°С в течение 1-2 недель. В случае отсутствия эндофитной микрофлоры в эксплантах среда остается прозрачной, тогда как помутнение среды и рост колоний указывают на инфицированность микропобегов, которые следует сразу же отбраковывать. Дальнейшее микроклональное размножение проводили с проверенными асептическими растениями.

Микроклональное размножение картофеля in vitro

Асептические растения клонировали на среде МС того же состава, что и для введения в культуру in vitro, c добавлением различных концентраций ГК (0; 0,25; 0,5; 1,0 мг/л). Растения культивировали в светокультуральной комнате при температуре 24±1°С, освещенности 25 µмол•м-2•с-1, 16-часовом фотопериоде. Проводили сравнение эффективности микроклонального размножения побегов картофеля в зависимости от способа посадки микрочеренков на питательную среду (вертикальный, горизонтальный), а также от состава питательной среды.

Учитывали состояние и число образовавшихся побегов. Коэффициент размножения средний за 1 пассаж для каждого генотипа высчитывали по формуле:

a – количество вновь образовавшихся побегов;

b – количество побегов высаженных для размножения;

c – количество пассажей.

Читайте также:  Как сажать помидоры в теплице 6 метров

Все эксперименты по микроклональному размножению в культуре in vitro проводили в 3-х повторностях. Статистический анализ проводили по общепринятым методикам [16].

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Проращивание клубней картофеля и введение проростков в культуру in vitro

Проведена оптимизация режимов стерилизации растительного материала для введения в культуру in vitro образцов картофеля. На первом этапе дезинфекции клубни промывали в мыльном растворе и проточной воде и стерилизовали в хлорсодержащем растворе «Белизна», разбавленном дистиллированной водой в соотношении 1:1 или 1:2. Было выявлено, что для дальнейшего проращивания сегментов клубней в стерильном перлите разбавление 1:1 оказалось более эффективным (80,0% образования клубневых ростков) по сравнению с концентрацией 1:2 (46,7% образования клубневых ростков). На 10-14 сутки проросшие клубневые ростки, достигшие длины 3-5 см, использовали для введения в культуру in vitro, для чего выделяли апексы клубневых ростков длиной 1,5-2 см и проводили второй этап дезинфекции уже в асептических условиях ламинар-бокса.

Было проведено сравнение эффективности поверхностной стерилизации клубневых ростков различными дезинфицирующими растворами: сулемой, «Доместос» и «Белизна» (таблица 1). Выявлена значительная зависимость процента выживания и регенерации апексов в культуре in vitro от образца (сорта, гибрида) и типа дезинфицирующего раствора. Так, апексы сорта Союз вводились в культуру in vitro с высокой эффективностью при обработке хлорсодержащими растворами «Доместос» и «Белизна». Процент введения апексов сорта Союз в этих вариантах обработки варьировал от 93,5 до 100%. Тогда как при стерилизации раствором сулемы процент введенных апексов был гораздо ниже – 47,5%.

У сорта Танда, наоборот, наилучшие результаты введения в культуру in vitro были получены при поверхностной стерилизации раствором сулемы и составили 100%. При дезинфекции растворами «Доместос» и «Белизна» процент введения апексов был ниже – от 30,0 до 88,9% (таблица 1).

Результаты сравнения эффективности дезинфицирующих растворов показали, что несмотря на различия между сортами, коммерческие хлорсодержащие реагенты типа «Доместос» и «Белизна» могут быть использованы для поверхностной стерилизации апексов клубневых ростков картофеля при введении их в культуру in vitro и с успехом могут заменить более токсичные дезинфицирующие растворы, такие как сулема. Наибольший процент выживших апексов получен при их обработке 0,1% раствором сулемы в течение 10 мин, хлорсодержащим реагентом «Доместос», разбавленным в соотношении 1:4 в экспозиции 10 мин, а также раствором «Белизна» (1:1), в течение 10 мин (таблица 1).

Было проведено изучение влияния состава питательной среды на процент введения апексов клубневых ростков. В литературе для введения картофеля в культуру in vitro используют среду МС с добавлением 0,25 мг/л ГК [3] или среду без регуляторов роста [13, 17]. Нами были использованы 4 варианта питательной среды МС с добавлением различных концентраций ГК: 0,25; 0,5 и 1,0 мг/л, а также среда без гормонов. Эксперименты проводили на 6 сортах (Аксор, Текес, Тениз, София, Союз, Удовицкий) и 6 гибридах картофеля. В результате сравнительного анализа не было выявлено влияния концентрации ГК на процент регенерации апексов. Таким образом, для инициации культуры in vitro можно использовать среду без добавления фитогормонов. Введенные апексы быстро начинали развиваться на безгормональной среде МС (рисунок 1).

Число апексов, введенных в культуру in vitro, шт.

Доместос, 1:2, 10 мин

Доместос, 1:4, 10 мин

Доместос, 1:8, 10 мин

* Различия между данными, обозначенными разными буквами, достоверны при р ≤ 0,05

Тестирование растений in vitro на наличие эндофитной микрофлоры

Следующим необходимым этапом получения асептического материала в культуре in vitro является выявление эндофитной (скрытой) микрофлоры. Защита тканей растений in vitro от микробной контаминации, а также предотвращение инфицирования, является залогом успешного проведения микроклонального размножения [18]. Бактериальную инфекцию часто трудно выявить визуально из-за ее локализации внутри растительных тканей. При этом контаминированные растения не проявляют видимых симптомов заражения, лишь замедляется скорость их размножения, однако в дальнейшем такой инфицированный растительный материал будет непригоден для криоконсервации и создания криобанка гермоплазмы.

Выявляют эндофитную бактериальную инфекцию, помещая кусочки растительной ткани на специализированные питательные среды в чашки Петри. В наших экспериментах для этих целей была использована среда Viss [15]. Проверка чистоты введенного в культуру in vitro растительного материала картофеля показала, что в среднем во всех вариантах стерилизации 55,0% полученных побегов являются асептическими и будут использоваться для дальнейшего микроклонального размножения и криоконсервации.

В результате анализа проведенных экспериментов было установлено, что процент свободных от эндофитной микрофлоры растений зависит от конкретного образца (сорта, гибрида). Так, было выявлено, что у некоторых сортов (Астана, Аул, Жолбарыс, Тамыр) низкий процент контаминации тканей эндофитной микрофлорой и, соответственно, высокий выход асептических растений – 80,0-100% (таблица 2).

Тогда как в тканях других образцов картофеля (сорта Аксор, Арал, Максим) процент свободных от эндофитных бактерий растений не превышал 55% (таблица 2). Так, из-за высокой эндофитной контаминации два гибрида (4-04-22 и 2-97-7) были потеряны, и в результате не было получено асептических растений этих образцов в культуре in vitro.

Протестированные на скрытую бактериальную инфекцию и отобранные асептические растения картофеля были использованы в дальнейшем для микроклонального размножения.

Число проверен-ных растений in vitro, шт.

Процент асептических растений, %

*Различия между данными, обозначенными одинаковыми буквами, недостоверны при р ≤ 0,05

Микроклональное размножение картофеля in vitro

В литературе для микроклонального размножения картофеля используется как питательная среда МС без гормонов [13], так и с добавлением различных регуляторов роста: 0,25 мг/л ГК [3]; 1 мг/л индолилуксусной кислоты (ИУК), 0,04 мг/л кинетина и 0,2 мг/л ГК [19]; 10 мг/л ГК, 1,0 мг/л бензиламинопурина (БАП), 1,0 мг/л ИУК [20].

Читайте также:  Как приготовить молодую картошку в микроволновке в пакете

Нами проведен подбор состава питательных сред для микроклонального размножения асептических растений картофеля. Введенные в культуру in vitro и проверенные на наличие эндофитной микрофлоры асептические растения размножали на 4 вариантах питательной среды МС с добавлением различных концентраций ГК: 0; 0,25; 0,5 и 1,0 мг/л. Лучшие результаты были получены на двух средах – с добавлением 0,25 мг/л ГК и на безгормональной среде МС. Поскольку на среде с ГК наблюдали истончение побегов in vitro, для дальнейшего микроклонального размножения картофеля была использована безгормональная среда МС (рисунок 2).

Кроме того, для повышения эффективности микроклонального размножения картофеля в литературе сообщалось об использовании горизонтальной посадки микрочеренков на питательную среду, что приводило к повышению коэффициента размножения [13]. Нами было проведено сравнение двух способов посадки побегов на питательную среду. Асептические побеги картофеля делили на два типа сегментов (микрочеренков): одноузловые и двуузловые; и помещали на питательную среду одним из способов: вертикально или горизонтально.

Выявлено, что вертикальный способ посадки для одноузловых сегментов не подходит из-за их небольшого размера, соответственно одноузловые сегменты располагали на питательной среде только горизонтально. У исследованных одноузловых сегментов картофеля, посаженных горизонтально, коэффициент размножения за 1 пассаж варьировал от 2,27 до 3,37, в зависимости от генотипа, (таблица 3), и в среднем по образцам составил 3,01 (рисунок 3).

У двуузловых сегментов при горизонтальном способе посадки коэффициент размножения варьировал от 2,77 до 4,53, и в среднем составлял 3,69. При вертикальном способе посадки – от 4,57 до 5,0, в среднем – 4,78.

Таким образом, в результате анализа проведенных экспериментов установлено, что для дальнейшего микроклонального размножения эффективно использовать вертикальную посадку двуузловых сегментов картофеля на питательную среду.

Способ посадки микрочеренков

Примечание – Различия между данными, обозначенными разными буквами, достоверны при р ≤ 0,05

Согласно литературным данным, повышения коэффициента размножения картофеля можно достичь, используя для клонирования жидкую питательную среду с добавлением пантотената кальция (витамин В5) в концентрации 2 мг/л [3]. В связи с этим проведены эксперименты для сравнения эффективности микроклонального размножения на жидкой и агаризованной средах, а также для определения влияния пантотената кальция на коэффициент размножения картофеля in vitro. Эксперименты были проведены на шести сортах и трех гибридах картофеля, в таблице 4 приведены данные по четырем образцам.

В результате был выявлен положительный эффект пантотената кальция, а также клонирования растений на жидкой питательной среде. Было установлено, что коэффициент размножения увеличивался в среднем с 4,86 до 7,31 при культивировании асептических побегов картофеля на жидкой среде МС с добавлением 2 мг/л пантотената кальция (витамина В5) (таблица 4).

Таблица 4 – Коэффициент размножения сортов картофеля в культуре in vitro в зависимости от состава питательной среды

Среда МС агаризованная,

Среда МС агаризованная,

с 2 мг/л пантотената кальция

с 2 мг/л пантотената кальция

Примечание – различия между данными, обозначенными разными буквами, достоверны при р ≤ 0,05

Положительное действие пантотената кальция на эффективность микроклонального размножения можно объяснить его важной ролью в клеточном метаболизме. Как известно, пантотеновая кислота по химической природе является дипептидом и состоит из остатков аминокислоты β-аланина и пантоевой кислоты. Пантотеновая кислота входит в состав кофермента А, принимающего участие в важнейших реакциях обмена веществ в клетках растений. Кроме того, при клонировании растений в жидкой среде улучшается доступность питательных веществ, что благотворно действует на рост и развитие растений. Было отмечено, что побеги сортов картофеля на жидкой среде с добавлением пантотената кальция характеризуются более мощными стеблями и крупными листьями.

Таким образом, в результате оптимизации состава питательной среды подобрана среда для эффективного микроклонального размножения образцов картофеля in vitro: жидкая среда МС без гормонов, с добавлением 2 мг/л пантотената кальция. Кроме этого, в среду МС в стандартных концентрациях добавляли сахарозу (30 г/л), глицин, инозит и витамины: В1, В6 и никотиновую кислоту. Коэффициент размножения асептических растений картофеля на этой среде варьировал от 6,35 до 8,80 и в среднем составлял 7,31.

В результате проведенной работы в Институте биологии и биотехнологии растений создана коллекция асептических растений картофеля in vitro, состоящая из 30 образцов, в том числе 20 казахстанских сортов, 6 гибридов и 4 зарубежных сортов.

ВЫВОДЫ

Проведена оптимизация режимов стерилизации растительного материала для получения асептических растений картофеля in vitro. Наиболее эффективна поверхностная дезинфекция клубневых ростков в течение 10 мин одним из следующих реагентов: 0,1% раствором сулемы, хлорсодержащим реагентом «Белизна», разбавленным в соотношении 1:1, а также раствором «Доместос» (1:4). При этом, соответственно, 60,3, 55,0 и 50,4% апексов жизнеспособны и начинают развитие в культуре in vitro.

Для введения апексов клубневых ростков картофеля в культуру in vitro оптимальна среда МС без добавления фитогормонов.

Необходимым этапом получения асептических растений in vitro является выявление эндофитной микрофлоры и отбраковка контаминированного материала. Проверка введенного в культуру in vitro растительного материала картофеля на специализированной среде Viss показала, что в среднем во всех вариантах стерилизации 55,0% полученных побегов являются асептическими и могут быть использованы для последующего микроклонального размножения и криоконсервации.

Оптимизированы условия микроклонального размножения растений картофеля in vitro. Наиболее высокий коэффициент размножения (7,31) в среднем для исследуемых сортов и гибридов картофеля был получен на жидкой безгормональной среде МС с добавлением 2 мг/л пантотената кальция при вертикальной посадке двуузловых сегментов.

Работа выполнена в рамках проекта 0047/ГФ «Создание криогенного банка гермоплазмы картофеля для надежного сохранения и эффективного использования генетических ресурсов в семеноводстве и селекционной практике Казахстана» по бюджетной программе: 055 «Научная и/или научно-техническая деятельность», подпрограмма 101 «Грантовое финансирование научных исследований».

Читайте также:  йод в составе помидор

ЛИТЕРАТУРА

ТҮЙІН

Кілтті сөздер: картоп, in vitro коллекциясы, микроклонды көбейту, гермоплазманы криоконсервациялау

SUMMARY

Keywords: potato, in vitro collection, micropropagation, germplasm cryopreservation.

Источник

способ ускоренного создания безвирусной ростковой культуры in vitro новых сортов картофеля

Предлагаемое изобретение относится к биотехнологии, в частности к получению здорового и продуктивного исходного материала для дальнейшего семеноводства картофеля. Поводят отбор сортотипичных, выровненных крупных клубней, иммуно-ферментный поиск среди индексированных клубней и их ростков-образцов, свободных от распространенных вирусов /Х, S, M, и Y/, стерилизацию и регенерацию мини-ростков размером 0,5-2 см на среде по прописи Мурасиге и Скуга. При регенерации культивируют экспланы при температуре 22±3 0 С. Испытывают продуктивность у депонируемых и размноженных линий и отбирают лучшие для коллекции и производства оздоровленных исходных семенных клубней. Изобретение позволяет снизить производственные и временные затраты при получении безвирусных растений картофеля. 6 табл.

Формула изобретения

Способ создания безвирусной ростковой культуры in vitro новых сортов картофеля, включающий проращивание сортотипичных клубней, иммуно-ферментный поиск среди индексированных клубней и их ростков-образцов, свободных от распространенных вирусов (X, S, M и Y), прямой перенос эксплантов в стерильную пробирку на агаризованную (твердую) питательную среду по прописи Мурасиге и Скуга, автоклавированную при избыточном давлении 0,8-0,9 атм., для дальнейшей регенерации с последующим сравнительным испытанием продуктивности депонируемых и размноженных линий и отбор среди них лучших для коллекции и производства оздоровленных исходных семенных клубней, отличающийся тем, что перед проращиванием проводят отбор сортотипичных клубней, в качестве эксплантов используют миниростки с безвирусных клубней размером 0,5-2 см, которые перед переносом в стерильную пробирку стерилизуют в течение 4 мин в смеси 1:1 96-градусного этилового спирта и 15-процентной перекиси водорода, а после переноса эксплантов на питательную среду культивируют при температуре (22±3)°С.

Описание изобретения к патенту

Предлагаемое изобретение относится к биотехнологии и сельскому хозяйству.

Существуют различные оздоровительные мероприятия: создание и внедрение иммунных сортов картофеля, клоновый отбор безвирусных растений через иммуно-ферментный анализ, генеративная элиминация вирусных патогенов, клеточно-тканевые биотехнологии. В настоящее время известны следующие клеточно-тканевые биотехнологии оздоровления картофеля:

Кроме этого, имеются явные доказательства того, что меристемная ткань, считающаяся стерильной (до последнего времени), содержит Х и S вирусы, наиболее часто встречающиеся на культурном картофеле. Поэтому для ряда сортов нет гарантии получения здоровых линий в конце меристемного курса лечения. Существует и ряд методических трудностей: большой отход эксплантов на питательной среде, медленный рост агрегатов в первый период после выделения, невысокий процент выхода растении, пригодных для дальнейшей работы. В результате вероятность получения безвирусных растений в первой серии эксплантов недостаточна для того, чтобы планировать точные сроки оздоровления. Меристемный метод был внедрен в практику оздоровления картофеля уже после того, как некоторые стародавние сорта подверглись массовому губительному вирусному вырождению. В последние годы в России возросла результативность селекции по картофелю, и процесс сортосмены значительно ускорился.

На современном этапе необходимы ускорение и усовершенствование процесса излечения сортов картофеля от вирусной инфекции, применение оздоровительных мероприятий на этапах селекции и семеноводства новых перспективных сортообразцов, так как недопустимо потерять их продуктивность из-за вирусной и вироидной инфекции. Необходимо перевести новые сортообразцы в стерильную культуру in vitro еще при организации их научного семеноводства или в процессе селекционных испытаний.

Целью настоящего изобретения является изыскание способа оздоровления семенного картофеля более кратковременного, доступного и экономически оправданного.

Обнаружено, что даже в старом семенном материале можно отыскать клубни, полностью свободные от важнейших вирусов Х, S, М и У. Вероятность же отбора безвирусных линий у селекционных образцов и молодых сортов, а также среди ранее оздоровленного (через меристемы) семенного картофеля высока и составляет свыше 40%. Важным условием получения необходимого для последующих сравнительных испытаний количества чистых ростковых пробирочных культур является соблюдение максимально возможной асептики при отмывке клубней, при их проращивании, съеме ростков, в процессе стерилизации и эксплантации. Прямое использование отобранных через ИФА безвирусных клубней для размножения невозможно по причине присутствия в отдельных из них скрытой, но опасной инфекции ВВКК (и микроплазм), малые титры которой не всегда удается выявить даже с использованием современных лабораторных способов контроля (индикация, электрофорез).

Экспериментальная работа выполнялась в 1998-2000 годах в лаборатории отдела биотехнологий и защиты растений ДВНИИСХ. Полевые опыты проводили в севообороте отдела. По предлагаемому способу весной отбирали клубни нескольких сортов картофеля, отмывали, просушивали и закладывали на проращивание в затемненное место. Для проведения анализа отбирали глазомерно здоровые, типичные крупные и средние клубни, не имеющие повреждений, отбраковывали деформированные клубни, возможно несущие в себе вироид веретеновидности клубней (ВВКК) или другие, не столь распространенные вирусы, не определяемые с помощью имеющихся в наличии моновалентных тест-наборов ВНИИКХа для проведения иммуно-ферментного анализа (ИФА). Летом ростки с пронумерованных клубней подвергали ИФА. Затем проводили стерилизацию мини-ростков предлагаемым стерилентом, переносили ростки в стерильные пробирки в соответствии с предлагаемым способом; после применения ростковой терапии получали безвирусные пробирочные ростковые линии, в течение зимы и весны их микроклонально размножали до 60 копий. В середине мая пикировали в тепличном боксе в горшочки с торфогрунтом. В начале июня рассаду высаживали в поле разреженно строчкой на гряде 140×50 см. Посадки дважды обрабатывали (карбофос, арриво) инсектисидами, проводили повторный ИФА и отбирали лучшие высокопродуктивные линии, депонировали в пробирочной коллекции и использовали при получении исходного семенного материала.

Источник

Поделиться с друзьями
admin